← Wissen · Aktualisiert am 6. November 2026 · 5 Min. Lesezeit
Die Löslichkeit hängt von Sequenz, Ladung und Gegenion ab. Testen Sie zunächst nur eine kleine Teilmenge, damit bei einem Fehlversuch nicht die gesamte Probe verloren ist.
Ladung abschätzen
Zählen Sie bei dem jeweiligen pH-Wert die geladenen Reste: basische Reste (Lys, Arg, His, N-Terminus) gegen saure Reste (Asp, Glu, C-Terminus).
- Überwiegend basisch: zuerst Wasser, dann gegebenenfalls verdünnte Essigsäure.
- Überwiegend sauer: zuerst Wasser, dann gegebenenfalls verdünnte Ammoniaklösung oder Ammoniumbicarbonat.
- Neutral oder hydrophob: eine kleine Menge organisches Lösungsmittel wie DMSO oder Acetonitril, danach schrittweise mit dem Puffer verdünnen.
Ein Rechenbeispiel zur Ladung
Nehmen wir ein Peptid mit zwei Lysinen, einem Arginin und einer Asparaginsäure bei pH 7. Positiv geladen sind der N-Terminus, zwei Lysine und das Arginin, zusammen +4. Negativ geladen sind die Asparaginsäure und der C-Terminus, zusammen −2. Die Nettoladung beträgt +2, das Peptid ist also überwiegend basisch. Erster Versuch: Wasser, danach bei Bedarf verdünnte Essigsäure.
Ist der C-Terminus amidiert, entfällt seine negative Ladung, und die Nettoladung steigt auf +3. Ein acetylierter N-Terminus senkt sie entsprechend um eins. Solche Modifikationen stehen in der Sequenzangabe, etwa als „Ac-“ am Anfang oder „-NH2“ am Ende.
Der isoelektrische Punkt
Der isoelektrische Punkt (pI) ist der pH-Wert, bei dem ein Peptid nach außen ungeladen ist. Dort ist die Löslichkeit meist am geringsten, weil sich die Moleküle nicht mehr gegenseitig abstoßen. Ein Lösungsmittel, dessen pH ein bis zwei Einheiten vom pI entfernt liegt, löst ein Peptid deshalb meist besser. Den pI können Sie aus der Sequenz mit gängigen Online-Rechnern abschätzen.
Schritt für Schritt
- Vial auf Raumtemperatur kommen lassen und kurz zentrifugieren, damit sich das Pulver am Boden sammelt.
- Eine kleine Teilmenge abnehmen und das erste Lösungsmittel nach der Ladungsabschätzung wählen.
- Lösungsmittel langsam zugeben und vorsichtig schwenken, nicht kräftig schütteln.
- Bleibt die Lösung trüb, kurz beschallen oder das nächste Lösungsmittel aus der Liste oben versuchen.
- Erst wenn die Lösung klar ist, mit dem Assaypuffer auf die Endkonzentration verdünnen.
Lösungsmittel im Überblick
| Lösungsmittel | Geeignet für | Zu beachten |
|---|---|---|
| Wasser | Kurze, geladene Peptide | Erster Versuch für die meisten Sequenzen |
| Verdünnte Essigsäure, etwa 10 % | Basische Peptide | Danach mit Puffer verdünnen |
| Verdünnte Ammoniaklösung oder Ammoniumbicarbonat | Saure Peptide | Nicht für cysteinhaltige Peptide, fördert Disulfidbildung |
| DMSO | Hydrophobe Peptide | Oxidiert Methionin und Cystein, Assayverträglichkeit prüfen |
| DMF | Hydrophobe Peptide mit Met oder Cys | Für Zellversuche meist ungeeignet |
| Acetonitril | Hydrophobe Peptide, analytische Proben | Flüchtig, verändert die Konzentration beim Stehen |
Cysteinhaltige Peptide
Cystein bildet bei neutralem bis basischem pH leicht Disulfidbrücken, innerhalb eines Moleküls oder zwischen zwei Molekülen. Lösen Sie cysteinhaltige Peptide deshalb bevorzugt in leicht saurer Lösung und mit entgastem Lösungsmittel. Ob ein Reduktionsmittel wie TCEP zugesetzt werden darf, hängt vom Versuch ab. Peptide, die eine Disulfidbrücke als Teil ihrer Struktur tragen, dürfen dagegen nicht reduziert werden.
Hydrophobe und aggregierende Peptide
Peptide mit vielen hydrophoben Resten wie Leucin, Isoleucin, Valin und Phenylalanin neigen zur Aggregation. Sie lösen sich oft erst in reinem organischem Lösungsmittel. Geben Sie den wässrigen Puffer dann tropfenweise zum gelösten Peptid, nicht umgekehrt. Fällt das Peptid dabei aus, ist der Anteil an organischem Lösungsmittel zu niedrig.
Die Konzentration der Stammlösung wählen
Eine höher konzentrierte Stammlösung hat zwei Vorteile: Sie braucht weniger Lösungsmittel im Endansatz, und es geht anteilig weniger Peptid durch Haften an der Gefäßwand verloren. Zu hoch darf sie aber nicht sein, sonst überschreitet sie die Löslichkeitsgrenze und das Peptid fällt beim Lagern aus. Ein üblicher Mittelweg sind Stammlösungen zwischen etwa 1 und 10 mM, je nach Sequenz. Notieren Sie Konzentration, Lösungsmittel, Datum und Charge auf jedem Gefäß. Wie Sie die Einwaage berechnen, zeigt der Artikel Peptidgehalt und Reinheit.
Verträglichkeit mit dem Assay
Organische Lösungsmittel stören viele biologische Tests schon in kleinen Mengen. In Zellkulturen wird DMSO häufig auf höchstens 0,1 bis 1 % im Endvolumen begrenzt. Planen Sie die Konzentration der Stammlösung so, dass diese Grenze nach dem Verdünnen eingehalten wird. Führen Sie eine Lösungsmittelkontrolle ohne Peptid mit, damit Effekte des Lösungsmittels sichtbar werden.
Filtrieren
Soll eine Lösung sterilfiltriert werden, eignen sich Spritzenvorsatzfilter mit 0,22 µm Porengröße und einer Membran mit geringer Proteinbindung, etwa PES oder PVDF. Peptide können an Filtermembranen haften. Bei kleinen Mengen ist der Verlust deshalb spürbar. Spülen Sie den Filter gegebenenfalls mit einer kleinen Menge Lösungsmittel nach und prüfen Sie die Konzentration nach dem Filtrieren.
Konzentration prüfen
Enthält das Peptid Tryptophan oder Tyrosin, lässt sich die Konzentration über die Absorption bei 280 nm abschätzen. Ohne diese Reste hilft die Absorption um 205 bis 214 nm, die aber auch Puffer und Lösungsmittel erfasst. Beachten Sie außerdem den Peptidgehalt der Einwaage, wie im Artikel Peptidgehalt und Reinheit beschrieben.
Praktische Hinweise
- DMSO kann Methionin und Cystein oxidieren. Bei diesen Resten ist DMF oft die bessere Wahl.
- Prüfen Sie, wie viel organisches Lösungsmittel Ihr Assay verträgt.
- Kurzes Beschallen kann helfen, Erwärmen dagegen nur vorsichtig.
- Trübung bedeutet, dass das Peptid nicht vollständig gelöst ist. Die tatsächliche Konzentration ist dann unbekannt.
Wie Sie die fertige Lösung aufbewahren, steht unter Peptide lagern. Wasser und weitere Lösungsmittel finden Sie im Laborbedarf.
Häufige Fragen
Mein Peptid löst sich in Wasser nicht. Was nun? Schätzen Sie die Nettoladung ab. Bei basischen Peptiden hilft verdünnte Essigsäure, bei sauren verdünnte Ammoniaklösung. Bleibt es ungelöst, ist das Peptid vermutlich hydrophob, dann führt eine kleine Menge DMSO oder DMF weiter.
Darf ich eine trübe Lösung verwenden? Für quantitative Versuche nicht. Die tatsächliche Konzentration ist unbekannt, und Aggregate können das Ergebnis verfälschen.
Kann ich das Lösungsmittel nachträglich wechseln? Nur, indem Sie das Peptid erneut gefriertrocknen und neu lösen. Testen Sie deshalb zuerst eine kleine Teilmenge.
Hilft Erwärmen beim Lösen? Leichtes Anwärmen auf Raum- oder Körpertemperatur kann helfen. Stärkeres Erhitzen beschleunigt aber Abbau und Aggregation. Versuchen Sie zuerst Beschallen oder ein anderes Lösungsmittel.
Warum sammelt sich das Pulver an Deckel und Wand? Lyophilisate sind leicht und oft elektrostatisch geladen. Kurzes Zentrifugieren vor dem Öffnen bringt das Pulver auf den Boden, damit beim Öffnen nichts verloren geht.
Nur für Forschungszwecke im Labor. Nicht zur Anwendung am Menschen oder Tier.
